Sauces de chimie.  

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Cette fiche ne contient pas toutes les recettes faute de place, pour d'autre réactifs me contacter.

On peu remplacer le bromure de cuivre 0.1 M dans le TP électrolyse par du Cu SO4 0.2 M + K Br 0.2 M.

  Chlorure stanneux.

Sn Cl2 , 2 H2O  75 g  / HCl~ 12 M / eau distillée qsp 1L. Se conserve en présence d'un bâton d'étain pur et le titre (0.33 M ) augmente peu à peu.

  Corrosion ( solution pour l'étude de la ).

>Na Cl 25 g.L^-1      
>hexacyanoferrate III de potassium 1 g.L^-1 
>phénolphtaléine qq mL après ébullition      
>agar-agar 5 à 10 g  eau distillée qsp 1 L       

faire cuire jusqu'à fonte totale de la gélose.

   Chromatographie des acides du vin.

Eluant pour CCM  : butan-1-ol   10mL / ac. acétique glacial  15 mL / bleu de bromophénol qq mL

Eluant pour papier Whatman n°1 : butan-1-ol 200mL / ac. acétique  50 mL / bleu de bromophénol 0.2 g / eau distillée  50 mL

  D.N.P.H.

dinitrophénylhydrazine  5 g / éthanol   100 mL / H2 SO4 pur  10mL ajoutés peu à peu

donne un précipité jaune orange de dinitrophénylhydrazone en présence de composés carbonylés.

  Diphénylamine. (sulfate de)

base  0.2 g  / H2 SO4  1 M  100mL

se dilue un peu dans l'eau, sert à mettre en évidence les nitrates par coloration bleu-violet.

  E.D.T.A.

sel disodique   5.5 g L-1 dans l'eau. 

acide etylènediaminetetracétique. poison. piège le calcaire.
( Complexe les ions Ca2+ )

  Fluorésceine.

résorcinophtaleine. réactif pH, expérience d'optique, réactif du brome.

solution alcoolique à 0.1 % ou 0.3 g dans 100 mL ethanol + 100 mL eau.

  Hélianthine.  

solution aqueuse à 0.1 % ou 0.4 g dans alcool à 20 %    

rouge ---> jaune entre 2.8 et 4.6.

  Indigo.

Indigotine   1 g  / H2 SO4 fumant   6 g

après 24 h ajouter 100 mL d'eau et filtrer.

  Jaunes ( colorants ).

• jaune de méthyle : 0.05 % dans l'alcool. 

vire du rouge au jaune entre 2.9 et 4    

• jaune d'alizarine : 0.1 % dans l'alcool - eau 50:50  

vire du jaune au lilas entre 10 à 12

  Milieu d'élevage des drosophyles.

levure   120 g / sacharose  100g / K2 H PO4  12 g/ KH2PO4   6 g  / ac.propionique  10 mL ( antifongique ) / eau  800 mL  + agar-agar .

cuire puis stériliser par autoclavage.

  Milieu de culture pour bouturages.

150 g de saccharose / 150 g  de farine de mais /10 g de levure séche/150gd'agar-agar/ 1 g de Mycodécyl / 1 cuil. à café de liquide nutritif pour plantes / 1 pincée de poudre d'hormones végétales.                

cuire puis autoclaver.    

  Orthophénantroline non ferreuse.

solution à 1 % dans l'alcool, réactif des Fe 2+.

  Orthophénantroline ferreuse.( ferroine )

solution à 0.025 M : pour 100 mL d'eau, 0.7 g de Fe SO4, 7 H2O et 1.5 g d'orthophénantroline.

Potentiel de virage avec les sels ceriques : E0 = 1.45 V

  Phénolphtaleine.

0.2 g de produit / 60 mL d'alcool à 90° / 40 mL d'eau distillée ou solution dans l'alcool à 0.1 %.

Virage de l'incolore au rose vif entre pH 8.3 et pH 10.0.

  Rouges ( colorants ).                            

• Rouge de crésol : Na H CO2   84 mg / KCl  7.46 mg / rouge de crésol 10 mg / eau distillée  qsp 100 mL.

- Indicateur de CO2 :
jaune = riche en CO2, 
rose = CO2 air, 
pourpre = sans CO2.

- ou indicateur de pH : 0.04 % dans l'ethanol

• Rouge de phénol : 0.02 % dans l'alcool.

indicateur de pH de 7 à 9 passe du jaune au rouge.

• Rouge de chlorophénol : 0.04 % dans l'alcool

vire de 4.8 à 6.4 du jaune au rouge.

• Rouge de bromophénol :  0.04 % dans l'alcool

vire de 5.2 à 6.8 du jaune au rouge.

• Rouge neutre :

- indicateur redox : 0.1 g + 60 mL d'ethanol + eau qsp 100 mL.

- colorant vacuoles : 0.05 % dans l'eau distillée

- indicateur coloré : 0.01 % dans l'alcool : bleu pour pH< 1 puis rouge jusqu'à pH 7 à 8 et ensuite jaune.

• Rouge de méthyle : 0.02 % dans l'alcool, rajouter un peu d'eau.

rouge pour pH < 4.2 et jaune pour pH > 6.2.

• Rouge congo : 0.1 % dans l'eau ou 0.01 % dans l'alcool

vire de 3 à 5.2 du bleu au violet.

• Rouge de propyle : 0.02 % dans l'alcool puis rajouter de l'eau.

vire de 4.2 à 6.4 du rouge au jaune.

• Rouge soudan III : réactif des lipides des cellules.

  Réactif de Schiff.

Dissoudre à chaud 1 g de fuschine dans 1 L d'eau. Rajouter ensuite Na2 S2 O4 peu à peu jusqu'à la décoloration et pas plus.

Réactif des aldéhydes.( coloration rose en leur présence ).

  Réactif de Tollens.

Dissoudre du nitrate d'argent N/10  dans une solution d'ammoniaque goutte à goutte jusqu'à disparition du précipité brun.

Réaction avec les aldehydes en chauffant le tube à essais (   petit truc personnel : la chaleur d'un séchoir à cheveu suffit à obtenir un beau miroir d'argent ).

  Réactif de Bial.

orsinol 1 g/HCL conc. 500 mL / solution de chlorure ferrique qq gouttes.

Caractérisation des pentoses par coloration vert émeraude.

  Réactif de Nessler.

Deux solutions A et B à mélanger 50:50 juste avant l'emploi:

A : iodure mercurique 50 g / iodure de potassium 36.5 g /
eau q.s.p. 1000 mL

B : potasse 150 g / eau q.s.p. 1000 mL

Ce réactif caractérise les sels d'ammonium par l'apparition d'un précipité rouge mais attention si KI est en excès alors la solution est limpide.

Autre recette qui met en évidence les aldéhydes par un précipité gris ( de mercure ) et les cétones par un précipité beige. Mélanger 2 volumes de B pour un de A.

A : chlorure de mercure II 21.6 g / iodure potassium 57.6 g / eau distillée qsp 100mL

B : solution de soude à 10 moles 200 mL / eau qsp 200 mL.

  Réactif nitromolybdique.

150 g  de ( NH4 )2 Mo O4 dans un litre d'eau distillée puis verser 1 litre de HNO3.

Forme un précipité jaune avec les phosphates sans excès.

  Réactif de Molish.

Alpha-naphtol 0.1 g / H2 SO4 4 M 20 mL / éthanol 20 mL.

  Réactif de Lucas.

HCl concentré saturé en Zn Cl2.

Test de la classe des alcools : classe 3 = 2 phases opalescence, classe 2 = beaucoup plus lent, classe 1 = rien ( substitution SN2 entre OH et X qui n'ont pas la même densité.)

  Solvant pour la chromatographie des protéines.

Butanol-1  100 mL / acide acétique glacial  40 mL / eau distillée  60 mL.

  Tampons classiques.

Ces solutions ne sont pas à proprement parler des tampons mais sont les plus utilisées :

- pH = 4.0 dissoudre 10.12 g d'hydrogénophtalate de potassium sec et diluer à 1 litre avec de l'eau distillée bouillie et refroidie bouchée.; un cristal de thymol peut améliorer la conservation.

- pH = 6.88 dissoudre 3.39 g de dihydrogénophosphate de potassium et 3.53 g d'hydrogénophosphate de sodium dans 1 litre d'eau distillée bouillie et refroidie bouchée.

                                                

  Tampons autre recette.

Voici la recette de solutions tampon qui se gardent un peu plus longtemps :

> préparer une solution A d'acide citrique à 0.50 M soit    105.06 g de produit à 1 mole d'eau

> préparer une solution B d'hydrogénophosphate de sodium à 0.50 M également soit 71.01 g de produit anhydre par litre.

> mélanger dans les proportions suivantes et compléter à   200 mL :

- pour pH = 4,  24.58 mL de A + 30.84 mL de B

- pour pH = 7,  7.06 mL de A + 65.88 mL de B

41.0 mL de solution Na OH 0.1 N complétée à 100 mL avec une  solution de tétraborate 0.05 M. 
( la solution de tétraborate se prépare en dissolvant 12.367 g  de H3BO3 dans 100 mL de Na OH 1 M et en complétant le tout à 1 litre. )

  Thymolphtaléine. 

en solution à 0.1 % dans l'alcool;

Vire de l'incolore au bleu de pH = 8.4 à pH = 10.4.

  Vert de méthyle acétique. 

Coloration du noyau seul des cellules.

eau distillée   100 mL / acide acétique 1 mL / vert de methyle  1g.

Colorant de la lignine, du suber et de la cutine;

solution aqueuse à 1 %.

• violet de gentiane : broyer dans un mortier 1 g de violet de gentiane + 2 g d'acide formique cristallisé + 10 mL d'alcool à 90 ° puis rajouter 100mL d'eau distillée chaude filtrer après 24 h. Coloration des bactéries.

• violet de méthyle : solution à 0.25 % dans l'eau.

Vire entre 0.1 et 1.5 au jaune.

• violet de béta-naphtol : solution à 0.04 % dans l'eau. 

Vire de 10 à 11 d'orange au violet.